DIAGNÓSTICO HISTOPATOLÓGICO DE LAS MICOSIS

Emilio Mayayo Artal
Hospital Universitario Juan XXIII y Facultad de Medicina, Universidad Rovira i Virgili. Tarragona.

Introducción

A lo largo de las dos últimas décadas, la patología fúngica ha experimentado un considerable aumento, sobre todo en pacientes inmunocomprometidos, pero no exclusivamente en ellos (1). Su incidencia se ha tasado en un aumento de más del 300% en este corto periodo de tiempo (2). Hay múltiples factores que favorecen la instauración de las micosis, sobre todo cambios médicos, climatoecológicos, socioeconómicos y migratorios, entre los que podemos destacar a: enfermos muy debilitados inmunológicamente, el SIDA, el uso y abuso de antibióticos o de fármacos inmunosupresores, los trasplantes, las leucemias/linfomas, o la realización de una medicina cada vez más agresiva, estos y otros factores hacen que las micosis tengan esta alta incidencia, como hemos comentado anteriormente.

Clínicamente o a partir de preparaciones citológicas y/o biópsicas, es difícil diferenciar e identificar correctamente los más de 400 especies de hongos descritos hasta el momento, como patógenos para el hombre (3). Sin embargo tras un detallado estudio se pueden distinguir en algunos casos características morfológicas clave, que son las que ayudan a diferenciar estos géneros o especies (4-7). Con ello se puede conseguir un diagnóstico preciso y en consecuencia se puede realizar un tratamiento más efectivo. Recordemos que las micosis sistémica tienen una alto porcentaje de mortalidad, cifrado para algunas especies en el 100%, por lo que se deduce que es muy importante un diagnóstico rápido y la histopatología puede contribuir a ello (8).

Para un más correcto diagnóstico es muy importante la colaboración entre clínicos, microbiólogos y patólogos, sobre todo profundizando en su estudio e innovando su metodología de diagnóstico.

La metodología de estudio del patólogo, se basa fundamentalmente en reconocer la morfología del hongo para su identificación, pero también observar determinados aspectos de su patogenicidad, la respuesta orgánica y las estructuras tisulares afectadas. Dichas estructuras se pueden observar en preparaciones citológicas, secciones biopsicas y en los estudios autópsicos, que son los tres campos de trabajo básicos del patólogo (9-12). La citología es una metodología muy útil, ya sea obtenida por extensión o por Punción Aspiración con Aguja Fina (PAAF) pudiendo conseguir un diagnóstico muy rápido, que la hace óptima en pacientes graves que precisan de un tratamiento precoz y específico (13-17). Los otros métodos de estudio, debido a que en el protocolo de manipulación de la muestra implica la fijación, procesado, corte y tinción de la misma, hacen que la respuesta se demore, pero ofrecen una información más valiosa, ya que muestran la afectación orgánica y el tipo de respuesta tisular, así como la presencia del agente infeccioso, su abundancia y morfología. Es precisamente esta última característica la que nos permite identificar, al menos, a nivel de género y en determinados casos también de especie, el hongo causante de la lesión.

Algunos hongos tales como Aspergillus, Candida, zigomicetos o criptococos, no son difíciles de identificar con la ayuda de determinadas técnicas como Grocott, P.A.S., mucicarmin, Fontana-Masson (18). Todas ellas son tinciones que realzan detalles morfológicos o morfoquímicos, como se indica más adelante(19).

Hay nuevos avances técnicos, sobre todo técnicas inmunológicas (inmunoflorescencia e inmunohistoquímica), de hibridación “in situ” o bien de biología molecular mediante PCR o secuenciación de DNA, que se están instaurando en los laboratorios de patología y son un gran avance para el diagnóstico de las micosis. Sin embargo hay que acabar de adecuar estas técnicas a las muestras parafinadas, en las que aún obtenemos unos resultados poco satisfactorios (20-30).

El patólogo además de diagnosticar el agente causante de una patología concreta, puede tipificar las lesiones observadas en granulomatosas, necróticas o purulentas y puede determinar si se trata de una infección local o difusa y a su vez clasificarla en superficiales, cutáneas, subcutáneas y profundas o sistémica (31,32).

En este artículo describimos la metodología utilizada por el patólogo, las principales características morfológicas que presentan los hongos en los tejidos y la respuesta orgánica, así como los nuevos avances técnicos que el patólogo tiene a su alcance para poder realizar un diagnóstico más preciso, de la infección fúngica.

Arriba

Hay dos grandes grupos de hongos que afectan al hombre, los saprófitos y los patógenos (3-6,31-33). Se considera a un hongo como patógeno cuando produce daño tisular y ninguna lesión es específica de las micosis, pudiéndose hallar un variado espectro de lesiones inflamatorias. Es muy importante valorar el grado inmunológico del paciente, que en muchos casos suele estar disminuido debido a que las micosis son mucho más frecuentes en pacientes inmunodeprimidos, este déficit de defensas varía el grado de respuesta del organismo ante estos agentes patógenos. Como ya se ha comentado, para que se produzca lesión hay una serie de factores que la favorecen como son la inmunidad del huésped, la virulencia, la cantidad de células fúngicas y la coexistencia de otras enfermedades. La primera respuesta que el organismo produce es una inflamación supurativa por el infiltrado de polinucleares, para posteriormente pasar a una respuesta de células mononucleares y si evoluciona, presenta macrófagos, células epitelioides y células gigantes multinucleadas, dando lugar a infección crónica y fibrosis, pero todo esto puede estar atenuado si en el paciente coexiste enfermedad inmunosupresora. La lesión más característica es granulomatosa con células gigantes multinucleadas, estimulada por una respuesta inmune tipo IV o respuesta celular (9).

El patólogo puede observar de dos formas morfológicas básicas a los hongos, la primera con una disposición tubular o hifas (multicelular) y la segunda de forma redondeada u oval que son las esporas (unicelular). Estas formas a su vez pueden ser pigmentadas o no (3-7). Conocidos los cambios tisulares que se producen en los tejidos y las formas morfológicas, podemos pasar a clasificarlos. Varias son las clasificaciones realizadas, por su tamaño, su forma, sus características morfológicas, su localización, pero expondremos una sencilla y práctica y es agruparlos en cuatro grupos por sus características clínicas y el patólogo puede ser clave diagnóstica: un primer grupo de hongos dimórficos; un segundo grupo de hongos clásicos más habituales; un tercer grupo de hongos oportunistas emergentes y un cuarto grupo donde incluimos una serie de hongos a los que el patólogo puede llegar a su diagnóstico empleando su metodología de trabajo (4-8,31,32).

Arriba

En este grupo describimos las cuatro micosis ya clásicas, frecuentes en otras latitudes, sobre todo América . A pesar de ser inusuales en nuestro entorno, son fáciles de diagnosticar por su particular morfología, pudiéndose realizar a un preciso diagnóstico tanto en las muestras citológicas como en las biopsicas.

-Histoplasmosis. Hay dos formas, la clásica americana y la africana, con rasgos morfológicos bien diferenciales entre ellas. La americana producida por Histoplasma capsulatum es el hongo más pequeño que se observa en el ámbito humano y de otros animales, cuya infección se produce por inhalación y rápida diseminación hematológica con infección intracelular. Su tamaño de entre 1-3 μmμm, que adopta forma de levadura, lo hace claramente diferencial de otros hongos. Siempre lo observaremos en el interior de macrófagos. En forma de pequeñas células con fino halo alrededor. El diagnóstico diferencial primordial es con leishmania, pero esta se tiñe con la tinción de Giemsa y el histoplasma es positivo a PAS y Grocott, dejando un halo claro alrededor de la células en Giemsa. La otra forma de presentación es la africana producida por el H. duboisii, de mayor tamaño, entre 7 y 12 μm, siendo esporas gemantes con gruesa pared y alguna inclusión lipídica. Estos no son intracelulares, salvo que estén fagocitados por células gigantes multinucleadas, en el contexto de lesión granulomatosa. El diagnóstico diferencial de esta especie se realiza con la lobomicosis, sin embargo el tipo de lesión que produce y su habitat geográfico son muy importantes para el diagnóstico (34-35).

- Blastomicosis. Como todas las micosis de este grupo la localización principal es a nivel pulmonar, ya que la infección se produce por la inhalación de los conidios. Blastomyces dermatitidis puede diseminar por vía hematógena a otros órganos, especialmente a la piel. En las secciones teñidas con H-E, entre un componente inflamatorio crónico granulomatoso o supurativo, se observan estructuras ovales o redondeadas de entre 7-15 μm con pared gruesa de doble contorno (dato muy importante y diferencial) y en su citoplasma se puede observar material basofílico amorfo destaca algún núcleo.

Pueden verse gemaciones unipolares únicas con amplia base de implantación, todo ello más manifiesto con las tinciones de PAS y Grocott. El diagnóstico diferencial más importante es con H. duboisii se realiza por su gemación, que en este caso es la base es muy estrecha y también a tener en cuanta la zona geográfica donde se origina la infección. Así mismo puede confundirse con Paracoccidiodes brasiliensis, pero en esta última especie las gemaciones son múltiples (4,5,8).

- Paracoccidioidomicosis. A pesar de tener área de distribución localizada en centro y Sudamérica, se están describiendo casos importados de infecciones por Paracoccidioides brasiliensis en nuestro país y en otros países europeos (citas). Nosotros hemos tenido la oportunidad de estudiar recientemente una infección en partes blandas en un inmigrante de Ecuador. La afectación principal es la pulmonar, seguida por las mucosas bucal o nasal y la piel. En las lesiones se puede hallar un componente inflamatorio crónico con fibrosis, células gigantes multinucleadas y células fúngicas de gruesa pared (10- 60 μm) con pequeñas y múltiples gemaciones de base de implantación estrecha dispuestas en forma de "timón de barco" muy fácilmente reconocibles, en Grocott, donde muestran su mejor expresión.

Esta técnica de plata es imprescindible para el diagnóstico ya que en algunos casos el mencionado caso observado por nosotros, las características mencionadas no se observaban en las tinciones de H-E y de PAS (16,36,37).

- Coccidioidomicosis. Producida por Coccidioides immitis, se localiza fundamentalmente en América, tanto del norte como del sur, aunque también se están describiendo casos en otros países como España (38). La afectación más importante es a nivel pulmonar, donde pueden observarse granulomas supurativos, consistentes en una reacción inflamatoria crónica con células gigantes a la que se le unen elementos polinucleares. Esta lesión es debida a que las esférulas de los hongos (hallazgo típico), pueden llegarse a romper y liberan endosporas que infiltran los tejidos dando la respuesta inflamatoria aguda. Las esférulas son de gran tamaño, 20-200 μm, observándose en diferentes estadios evolutivos, siendo visibles en H-E, pero consiguiendo una observación más detallada con las tinciones de PAS y Grocott. En su interior se pueden observar múltiples endosporas redondeadas de 2-5 μm.

Hay que diferenciarlas de Rhinoporidium seeberi, cuya localización orgánica es en zonas nasales u oculares, produciendo típicas lesiones polipoides. También hay que tener presentes a otra micosis como la adiaspiromicosis y la infección por algas del género Prothoteca spp., pero ambas tienen características morfológicas diferentes (13,38,39).

Arriba

Queremos describir en este apartado algunas peculiaridades de los hongos más conocidos y con mayor incidencia en nuestro país como son Candida spp, Aspergillus spp, Cryptococcus spp y las zigomicosis.

- Candidiasis. Candida es el género más habitual que suele observar el patólogo, ya sea en citologías o biopsias, siendo muchas veces hallazgos en portadores sanos. Es un importante agente infeccioso que se localiza en mucosas. Es fácil observarlo en citologías ginecológicas donde se puede encontrar células levaduriformes, hifas o pseudohifas acompañadas de polimorfonucleares, dispuestas entre células escamosas que suelen mostrar cambios reactivos inflamatorios. Son menos frecuentes en esputos o secreciones pulmonares, pero pueden ser observadas en pacientes mayores, con alguna patología inmunodepresora. En biopsias de tracto respiratorio alto o gastrointestinal, no son infrecuentes hallarlas colonizando a otros procesos patológicos como ulceras o tumores. En piel presentan el aspecto histológico de una dermatitis subaguda o crónica, pudiendo el hongo ser observado en capas córneas, sobre todo con PAS y Grocott. La candidiasis sistémica se puede hallar en múltiples localizaciones orgánicas, o presentarse como sepsis diseminada, no solo en adultos, sino también en niños prematuros sometidos a cuidados intensivos (40). Su diseminación es hematógena, como la práctica totalidad de las micosis y no es infrecuente observar embolizaciones vasculares, aunque estas son más habituales en aspergillosis y zigomicosis. Se puede observar focos de necrosis con mayor o menor respuesta inflamatoria (en dependencia del estado inmunitario) y células ovales de 4 a 8 μm con una o varias gemaciones, acompañadas por hifas o pseudohifas finas y tabicadas ya visibles con H-E y también con tinción de Gram, aunque son más facilmente observables con PAS o Grocott. Las características morfológicas de Candida facilitanl su diagnóstico, pero siempre debería ser confirmado por los cultivos, sobre todo para diferenciar las diferentes especies patógenas. Una de ellas, C. glabrata, se suele observar en tomas citológicas ginecológicas y se presenta como pequeñas células de 2-4 μm, sin presencia de formas pseudomiceliares y poca respuesta inflamatoria. El diagnóstico diferencial, sobre todo en el material obtenido a nivel pulmonar, debe de realizarse con Histoplasma capsulatum y Pneumocystis carinii, el observar los hongos intracelularmente son específicos de H. capsulatum y poseer forma oval y zona densa central es rasgo de P. carinii. En muestras cutaneas, se tiene que diferenciar de los dermatofitos.

Estos poseen hifas mayores y pleomórficas. Para confirmar el diagnóstico, además del cultivo, podemos realizar técnicas de inmunohistoquímica con anticuerpos monoclonales específicos de género, siendo uno de los pocos anticuerpos comercializados y que tienen un notable poder de resolución (8,31,32).

- Aspergilosis. Aspergillus además de ser causa de patologías alérgicas o de otros procesos patológicos, es un agente colonizador de cavidades y productor de aspergilosis invasora. El patólogo ocasionalmente se encuentra con aspergillomas o masas fúngicas con asiento en patologías crónicas cavitadas, como pueden ser las cavernas tuberculosas, bronquiectasias, así como en senos paranasales obstruidos. Histológicamente se observa multitud de hifas apelotonadas pudiendo observar también la presencia de las cabezas conidiales, que permiten reconocer la especie más frecuente, A. fumigatus. Las cabezas conidiales solamente las hallaremos si la lesión tiene o ha tenido contacto con aire. Un dato muy importante en los aspergilomas, es que no invaden el parénquima vecino comportándose como saprófitos. La aspergillosis invasora es una micosis importante en nuestro medio y grave en pacientes inmunodeprimidos, sometidos a cuidados intensivos, trasplantes o terapias agresivas. Su localización principal es la pulmonar, produciendo unos característicos infartos hemorrágicos, que ya hacen sospechar esta patología cuando observamos macroscópicamente el pulmón. En su estudio histológico presenta una disposición radiada de las hifas, con tejido necrohemorrágico a su alrededor y cantidad variable de respuesta inflamatoria, sobre todo crónica con células gigantes multinucleadas, que pueden estar fagocitando las células fúngicas. Las hifas son de contornos paralelos, septadas, con una distribución a intervalos regulares, de entre 3 y 6 μm de grosor y muchas veces con ramificaciones en ángulo agudo de 45º, siendo este detalle interpretado por muchos patólogos como determinante para su diagnóstico, aunque hay un buen grupo de hialohifomicosis que tienen idéntica apariencia, como son Fusarium, Scedosporium, Trichoderma y de ellos se deben diferenciar. Por su capacidad angioinvasora puede diseminarse a otros órganos como cerebro, riñones, bazo, hígado y es donde se localizan las metástasis en las necrópsias. En esta fase, con los tejido en fresco, se debe realizar extensiones, confirmar la presencia de hongos, proceder a su cultivo y guardar tejido en fresco. Hay que recordar que es sumamente raro poder observar cabezas conidiales en las secciones histológicas de las muestras. Para su confirmación son esenciales los cultivos y ayudan a realizar el diagnóstico, aunque en el momento actual se dispone de anticuerpos específicos para la realización de estudios de inmunohistoquímica, que son altamente resolutivos (4,5,6,41).

- Zigomicosis. Frecuentemente llamada mucormicosis por muchos patólogos, es una de las micosis más fácilmente reconocibles ya con H-E. La presencia de hifas irregulares, anchas, de pared delgada y no septadas, con ramificaciones irregulares, normalmente en ángulo de 90º, son los rasgos morfológicos que destacan en la tinción de Grocott.

Es muy frecuente hallarlas embolizando vasos, acompañadas de necrosis, donde las hifas atraviesan las paredes o se disponen entre las capas musculares. Son hifas anchas de entre 15-30 μm, pudiendo observarse también algunos esporangios. Se localiza frecuentemente en la región rinosinusal, sobre todo en pacientes diabéticos con acetosis. Puede llegar a invadir la base de cráneo y afectar el SNC. Sin embargo, cualquier localización es posible incluso la gastrointestinal. Esta puede producirse por ingestión, como nosotros hemos observados en varios casos. Su confirmación la realizamos por medio de inmunohistoquímica y por cultivos, que ayudaron con el diagnóstico definitivo de género y especie, imposible de realizar por estudios histológicos (8,17,31).

- Criptococosis. La especie causante Cryptococcus neoformans posee una característica única que la hacen fácilmente distinguible, como ya hemos indicado antes es su cápsula de mucina de entre 2-20 μm. Dicha estructura se pone de relieve con las tinciones histoquímicas para mucoproteinas, como es la técnica de mucicarmin en cambio no se colorea con Giemsa, Gram, PAS o Grocott. En H-E se observa una célula encapsulada de tamaño considerable, entre 3-8 μm con gemación uni o multipolar, de pared no muy gruesa y un gran halo claro a su alrededor que la separa del tejido, donde hay una mayor o menor respuesta inflamatoria de polinucleares, en dependencia del estado inmunitario del huésped. Normalmente la respuesta inflamatoria es escasa, ya que la mayor incidencia de esta micosis se da en pacientes con SIDA . Otra de las características es su gran tropismo por el SNC, sobre todo las meninges, pudiendo ser diagnosticada la infección por medio de un estudio citológicos de LCR, con una coloración con tinta china, aunque en un 50% puede que no sea efectiva. Si la afectación es cerebral produce abcesos, granulomas o inclusive pequeños quistes gelatinosos. Son poco frecuentes los casos diseminados con afectación multiorgánica, presentandose sobre todo en pacientes con SIDA, en estos casos se observa las mismas características morfológicas pero ubicadas en pulmón, riñón, hígado, bazo, etc. Su diagnóstico diferencial no tiene dificultad por las peculiaridades descritas que son únicas, pero hay que tener en cuenta que B. dermatitidis y R. seeberi pueden también dar positiva la tinción de mucina. Ene estos casos la realización de una tinción de Fontana-Masson ayuda mucho en su diferenciación, ya que C. neoformans es positivo para la tinción de pigmento melánico. Para finalizar, comentar que la variante gattii tiene las mismas características, pero cuando se observa a gran aumento su forma es más alargada (5,11,14,19).

Arriba

Nos referimos especialmente a aquellos hongos que en la actualidad están adquiriendo gran relevancia por su mayor frecuencia. Son oportunistas, habitualmente no patógenos, pero los pacientes neutropénicos, inmunodeprimidos, sometidos a agresiones médicas o trasplantes, frecuentemente pueden ser infectados por estos hongos, no por su especial virulencia, sino por el deficiente estado de las defensas, ya sean primarias o secundarias. Se pueden presentar bien como micosis localizadas bien sistémicas. La mayoría de ellos son hongos miceliares hialinos (hialohifomicosis), aunque también pueden ser causados por pigmentados (feohifomicosis).

No describiremos en este apartado los hongos levaduriformes que causan lesiones superficiales y que en casos excepcionales han llegado a desarrollar micosis sitémicas como Malassezia furfur, Saccharomyces cerevisiae, o Rhodotorula rubra entre otros. Nos vamos a ceñir a los emergentes más frecuentes como Fusarium, Scedosporium, Paecilomyces, Scopulariopsis, Acremonium, Trichoderma, Alternaria, Cladophialophora, etc.

Precisamente es con estos hongos con los que nuestro grupo tiene una larga expeciencia, tanto en el ámbito clínico como en el experimental (40-45,46-50). Histológicamente son muy difíciles de diagnósticar y diferenciar entre ellos, es más probable que sean confundidos con Aspergillus. El rasgo morfológico más importante para su diferenciación consiste en la observación de los conídios, pero otros rasgos morfológicos y que pueden ser fundamentales para su identificación como la conidiogénesis es difícil de poderla observar en biopsias o citologías. En nuestra experiencia Scedosporium prolificans es uno de los que permite poder observar células conidiógenas y conidios y facilita su diagnósticola suele mostrar y es cuando se puede llega a un diagnóstico por parte del patólogo. La característica de hifas monomorfas, septadas y presencia de ocasionales conidios con forma de pera, emergiendo de células conidiógenas, son indicativos de esta especie. Estos hongos muestran cierto tropismo por SNC y riñon (51), siendo las lesiones que produce de tipo granulomatoso. También, aportar que son más sensibles a nuevos farmacos azólicos que a tratamientos convencionales con amphotericina B (52,53). Otro de ellos, Fusarium spp. es muy difícil o casi imposible de diferenciar ya que ni en biopsias o en estudios con animales de experimentación se ha observado formación de macro o microconídios (54), aunque si se ha podido constatar tropismo por tejido muscular estriado(cardíaco o voluntario) en la primera semana de infección y posteriormente tropismo por SNC, riñón e inclusive ojo (55). Paecylomices, Scopulariopsis, han reportado poca información en nuestras experimentaciones, salvo el tipo de lesión y su tropismo por riñón (56). Si tenemos claro que ante un hongo de caracterísitcas miceliares, debe de realizarse estudio IHQ con anticuerpo específico para Aspergillus, para lograr su diferenciación y una tinción de histoquímica de Fontana-Masson o bien de IHQ con HMB-45 para detectar pigmento melánico en la pared de los hongos y etiquetarlos como feohifomicosis, que también están emergiendo sobre todo Alternaria, Cladophialophora, Phaeoacremonium (43). Estas técnicas son imprescidibles ya que con H-E es muy raro observar pigmentación e imposible con PAS y Grocott.

Indudablemente, la posibilidad de realizar cultivo o técnicas de biología molecular, en el momento actual constituye una gran ayuda para poder realizar un diagnóstico preciso sobre cualquier hongo de los mencionados en este apartado. Sin duda si se consiguen nuevos anticuerpos monoclonales o aplicar las técnicas de biología molecular a las muestras parafinadas, podría ser posible llegar a un diagnóstico similar al que se realiza por medio de los cultivos.

Arriba

En este apartado describimos una serie de micosis que por sus rasgos morfológicos, hacen posible su diagnóstico. Entre los más destacables son los siguientes:

- Cromomicosis. Son infecciones en piel y tejido celular subcutáneo presentandose en forma de nódulos o lesiones verrucosas de evolución crónica, especialmente afectando extremidades inferiores. En zonas tropicales o subtropicales, individuos que tiene contacto con restos vegetales como son los campesinos y frecuentemente pueden sufrir microtraumas o pinchazos, de una manera lenta pueden desarrollar esta micosis. Son hongos pigmentados (pertenecientes a las especies Fonsecaea pedrosoi, Cladosporium carionii, Phialophora verrucosa, Fonsecaea compacta, Rhinocladiella aquaspera). En H-E se observa hiperplasia seudoepiteliomatosa con hiperqueratosis, microabcesos epidérmicos y en dermis e hipodermis inflamación granulomatosa supurativa con células gigantes y epitelioides, así como neutrofilos, linfocitos y plasmocitos. En el interior de células gigantes multinucleadas o libremente se observan estructuras esféricas de color pardo de 10-15 μm con doble pared y tabiques transversales, que habitualmente se disponen agrupadas en varios elementos dando formación de los cuerpos esclerotales o fumagoides (forma de mórula) que diagnostican a esta micosis(4,5,31).

- Esporotricosis. Producida por un hongo dimórfico que puede causar lesiones subagudas o crónicas. La especie causal es Sporothrix schenckii que forma conidios pequeños, fusiformes de 2 x 8 μm, que produce lesiones subcutáneas. Las lesiones son múltiples y adquieren un patrón lineal o disposición linfática. Producen granuloma mixto de centro supurativo o necrótico con células epitelioides, gigantes multinucleadas y corona linfoplasmocitaria. Es en el centro donde se pueden observar las células fúngicas con forma de cuerpos asteroides, más visibles en estadios iniciales de la lesión o en enfermos con marcada inmunosepresión ya que son difíciles de hallar en las biopsias convencionales, ya que se deben realizar muchas secciones para su observación. Son de apariencia globosa con una corona de elementos radiados acidófilos que producen fenómeno de Splendore-Hoeppli. Con PAS se tiñen fuertemente de color rojo púrpura (4,8,31).

- Lobomicosis. Infección producida por Lacazia loboi es un hongo que no ha podido ser cultivado y produce lesiones queloides en hombres y delfines. Su habitat es acuático, y la mayoria de pacientes infectados tiene relación con este medio. Se localiza frecuentemente en la zona baja de espalda y caausan lesiones elevadas, nodulares, en ocasiones ulceradas. La epidermis tiene hiperplasia con atrófia de anejos y la dermis superficial posee una nítida banda de tejido colágeno que separa la epidermis del infiltrado inflamatorio crónico profundo. Pueden hallarse células gigantes multinucleadas que fagocitan las células fúngicas. Estos elementos son muy abundantes, esféricos de 5-8 μm con pared de doble contorno y de tamaño uniforme que producen una peculiar caracteristica consiste en la formación de pequeñas cadenas de 3-5 elementos, son poco visibles en H-E y si con PAS o Grocott. Si se observan a gran aumento muchos de ellos tiene forma de casquete o media luna, que los hace fácilmente diferenciables de Histoplasma. duboisii, aunque la clínica y la zona geográfica, son datos importantes ya que Lacazzia loboi se localiza en la zona central de América del sur, sobre todo Brasil y Venezuela (8,11,12).

- Rinosporidiosis. Producida por Rhinosporidum sebeeri, que presenta también su habitat en aguas estancadas. Produce lesiones verrucosas, nodulares o polipoides en las mucosas, preferentemente nasal u ocular. Bajo un epitelio poco modificado se observa presencia de endosporas, esporangios, esporangios rotos o formas inmaduras con mayor o menor respuesta inflamatoria crónica. Las endosporas miden 7 μm, pero las formas más características y específicas son los esporangios de gran tamaño, 250-350 μm, que contienen numerosas endosporas (Fig 11). La pared de los esporangios es de 5 μm y tiene una cubierta interna que se tiñe con mucicarmin. Se observan bien con H-E, pero como en toda micosis, son más específicas PAS y Grocott. El diagnostico diferencial se debe de realizar con Coccidioides immitis y adiaspiromicosis (8,31).

- Adiaspiromicosis. Está causada preferentemente por Chrysosporium spp. Presenta un solo elemento con endosporas en diferentes fases de maduración o degeneración. Posee respuesta granulomatosa alrededor de cada elemento que puede medir desde 500 μm a 2 mm. En ellas destaca la presencia de una gruesa pared con tres capas concéntricas visibles con las tres tinciones básicas para el estudio de las micosis, H-E, PAS y Grocott (4,5,8,31).

- Micetomas. Clinicamente se presentan como nódulos subcutaneos persistentes, de localización básica en pies o piernas, que llegan a fistulizarse produciendo una secreción purulenta en la que se observan numerosos gránulos de color blanco-amarillento que corresponden a microcolonias. Las lesiones progresan por contiguidad y se hacen confluyentes y más grandes, llegando a deformar la zona de afectación. Se observa una marcada respuesta inflamatoria mixta, pero sobre todo de células gigantes multinucleadas. En el centro de la lesión hay agrupamientos de hifas de hongos, dispuestos de forma radiada y que en periferia producen fenómeno de Splendore-Hoeppli (Fig 12). Los agentes causantes son diversos hongos pigmentados o no pigmentados, a destacar Madurella spp. o Scedosporium apiospermum, entre muchos otros, que producen el llamado eumicetoma. Debe de diferenciarse de los actinomicetomas (producidos por actinomices) y los botriomicomas por bacterias (estafilococos, pseudomonas) (11,12,32).

- Pneumocistosis. Pneumocystis carinii o actualmente Pneumocystis jiroveci, fue considerado por bastante tiempo como un parásito. Con PAS y sobre todo con Grocott, se observa presencia de agrupamientos de diversas esporas ovales con una muesca central, de 5-7 μm, siempre acompañadas por material mucoproteico (Fig 13). Son visibles en citologías de esputos inducidos o mejor de lavados broncoalveolares y en las biopsias pulmonares se observan a nivel intraalveolar y también entre material proteico. Pueden hallarse fuera de pulmón, habiendose descrito en ganglios, bazo e inclusive en SNC, como nosotros pudimos observar hace unos años en el estudio autópsico de un paciente con SIDA(57).

Finalmente, para realizar un buen estudio histopatológico en las micosis, es necesario proceder con cautela en el diagnóstico, realizar muchas secciones ya que la morfología puede variar dependiendo de la zona, disponer de buenas técnicas para obtener óptimas morfologías, tener mucha paciencia y buscar detalles mínimos y profundizar en su estudio(58,59,60). Con todo esto se puede llegar a identificar varios de los géneros y especies, como se ha relatado, pero sobre todo hay que ser prudentes y correlacionar los resultados con los cultivos y la clínica. Indudablemente, las nuevas técnicas moleculares y de IHQ que se están instaurando en los laboratorios de patología, van a ayudar mucho en la realización de un diagnóstico correcto.

Arriba

Agradecimientos:

A los profesores J Guarro y J Cano por la revisión del manuscrito y sus criticismos. A todos aquellos que me han hecho pasar buenos momentos revisando los casos que me han enviado (Dra. Gómez-Aracil, Dr. Zaror, Dr.Azua, Dr. Martinez, Dr. F.Fernandez, Dr.Ortiz, Dr. Arrinda... y a los que mi frágil memoria haya podido olvidar)

Arriba

1- Quindós G. Las micosis en el amanecer del siglo XXI. Rev Iberoam Micol 2002;19:1-4

2- Bouza E, Munoz P.Invasive infectious causad by Blastoschizomyces capitatus and Scedosporium spp. Clin Microbiol Infect 2004;10S:76-85.

3- De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. Atlas of Clinical Fungi 2on Ed.

Baarm/Reus, Centralbureau voor Schimmelcultures/Universitat Rovira i Virgili 2000.

4- Dismukes WE, Pappas PG, Sobel JD. Clinical Mycology. Oxford University Press 2003.

5- Anaissie EJ, McGinnis MR, Pfaller MA. Clinical Mycology. Churchill Livingstone New York 2003.

6- Larone DH. Medically important fungi. 4th Ed. ASM Press. Washington DC 2003.

7- Richardson MD, Johnson EM. The pocket guide to Fungal Infection. Blackwell Science. London 2000.

8- Salfelder K. Atlas of Fungal Pathology. Kluwer Academic Publishers. Dordrecht 1990.

9- Kumar V, Cotran RS, Robbins SL. Robbins Patología Humana 7ª Ed. Elsevier Madrid 2004.

10- Elder D, Elenitsas R, Jaworsky C, Jonhson B. Lever Histopatología de la piel 8ª Ed. Intermédica Buenos Aires 1999.

11- Da Silva Lacaz C, Porto E, Costa Martrus JE, Heins-Vaccari EM, Takahashi de Melo N. Tratado de Micologia Mèdica Lacaz. Sarvier Sao Paulo 2002.

12- Costa Sidrim JJ, Bezerra Moreira JL. Fundamentos clinicos e laboratoriais da micologia mèdica. Guanábana Koogan Ed. Rio de Janeiro 1999.

13- Caraway NP, Fanning CV, Stewart JM, Tarrand JJ, Weber KL. Coccidioidomycosis osteomyelitis masquerading as a bone tumor: A report of 2 cases. Acta Cytol 2003;47:777-82.

14- Kumar S, Ferns S, Jativa L. A rare case of crytococcosis diagnosed by fine needle aspiration cytology. Acta Cytol 2003;47:528-9.

15- Gupta S, Sidhani P, Jain S. Macroconidia of Fusarium species. An unusual finding in cervical smears. Acta Cytol 2001;45:411-4.

16- Drut R. Paracoccidioidomycosis: diagnosis by fine needle aspiration cytology. Diagn Cytopathol 1995;13:52-3.

17- Deshpande AH, Munshi MM. Rhinocerebral mucormycosis diagnosis by aspiration cytology. Diagn Cytopathol 2001;23:97-100.

18- Garcia del Moral R. El laboratorio de Anatomía Patológica. Interamericana, McGraw-Hill. Madrid 1993.

19- Torres Rodríguez JM y cols. Micología Médica. Masson Barcelona 1993.

20- Jensen HE, Salonen J, Ekfors TO. The use of immunohistochemistry to improve sensitivity and specificity in the diagnosis of systemic mycoses in patients with haematological malignancies. J Pathol 1997;181:100-5.

21- Hamilton AJ, Gomez BL. The application of monoclonal antibodies to the diagnosis of disseminated mycoses. Rev Iberoam Micol 1998;15:118-24.

22- Kaufman L, Standard PG, Jalbert M, Kraft DE. Immunohistologic identification of Aspergillus spp. And other hyaline fungi by using polyclonal fluorescent antibodies. J Clin Microbiol 1997;35:2206-9.

23- Kaufman L. Immunohistologic diagnosis of systemic mycoses: an update. Eur J Epidemiol 1992;8:377-82.

24- Saeed GN, Hay RJ. Immunoperoxidase staining in the recognition of Aspergillus infections. Histopathology 1981;5:437-44.

25- Moskowitz LB, Ganjei P, Ziegels-Weisman J, Cleary TJ, Penneys NS, Nadji M. Immunohistologic identification of fungi in systemic and cutaneous mycoses. Arch Pathol Lab Med 1986:110:433-6.

26- Chan PKS, Chan DPC, To KF, Yu MY, Cheung JLK, Cheng AF. Evaluation of extraction methods from paraffin wax embedded tissues for PCR amplification of human and viral DNA. J Clin Pathol 2001;54:401-3.

27- Schofield DA, Westwater C, Paulling EE, Nicholas PJ, Balish E. Detection of Candida albicans nRNA from formalin-fixed, paraffin-embedded mouse tissues by nested reverse transcription-PCR. J Clin Microbiol 2003;41:831-4.

28- San Millan R, Quindos G, Garaizar J, Salesa R, Guarro J, Ponton J. Characterization of Scedosporium prolificans clinical isolates by randomly amplified polymorphic DNA analysis. J Clin Microbiol 1997;35:2270-4.

29- Hagari Y, Ishioka S. Cutaneous infection showing sporotrichoid spread caused by Pseudallescheria boydii (Scedosporium apiospermum): Successful detection of fungal DNA in formalin-fixed, paraffin-embedded sections by seminester PCR. Arch Dermatol 2002;138:271-2.

30- Hayden RT, Qian X, Procop GW, Roberts GD, Lloyd RV. In situ hybridization for the identification of filamentous fungi in tissue section. Diagn Mol Pathol 2002;11:119-26.

31- Rippon JW. Medical Mycology. 3th Ed. WB Saunders Co. Philadelphia 1988.

32- Ellis DH. Clinical Mycology. The human opportunistic mycoses. Pfizer Inc. New York 1994.

33- Ponton J. Diagnóstico microbiológico de las micosis.Rev Iberoam Micol 2002;19:25-9.

34- Flor A, Estivill D, Pérez R, Ordeig J, Ramos F, Soler J, Puig X. Histoplasmosis pulmonar aguda en un viajero español a Nicaragua: Ejemplo de enfermedad importada. Rev Iberoam Micol 2003;20:24-8.

35- Molina L, Garau M, Gracía J, Odriozola M, del Palacio A. A propósito de tres casos de histoplasmosis importada en nuestro hospital. Rev Iberoam Micol 2002;19:204-7.

36- Garcia Bustinduy M, Guimera FJ, Arevalo P, Castro C, Saez M, Dorta Alom S, Noda A, Diaz-Flores L, Garcia Montelongo R. Cutaneous primary paracoccidioidomycosis. J Eur Dermatol Venereol 2000;14:113-7.

37- Ginarte M, Pereiro M, Toribio J. Imported paracoccidioidomycosis in Spain. Mycoses 2003;46:407-11.

38-Hernandez JL, Echevarria S, Garcia-Valtuille A, Mazorra F, Salesa R. Atypical coccidioidomycosis in an AIDS patient successfully treated with fluconazole. Eur J Microbiol Infect Dis 1997:16:592-4.

39- Petrini B, Skold CM, Bronner V, Elmberger. Coccidioidomycosis mimicking lung cancer. Respiration 2003;70:651-3.

40- Mayayo E, Moralejo J, Camps J, Guarro J. Fungal endocarditis in premature infants. Clin Infect Dis 1996;26:366-8.

41- Pontón J. editor. Aspergilosis invasora, guía de bolsillo. Rev Iberoam Micol. Bilbao 2003.

42- Cabañes FJ, Rourax X, Gracia F, Domingo M, Abarca ML, Pastor J. Nasal granuloma caused by Scedosporium apiospermum in a dog. J Clin Microbiol 1998;36:2755-8.

43- Liu K, Howell DN, Perfect JR, et al. Morphologic criteria for the preliminary identification of Fusarium, Paecilomyces, and Acremonium species by histopathology. Am J Clin Pathol 1998;109:45-54.

44- Guarro J, Alves SH, Gene J, Grazziotin NA, Mazzuco R, Dalmagro C, Capilla J, Zaror L, Mayayo E. Two cases of subcutaneous infection due to Phaeoacremonium spp.. J Clin Microbiol 2003;41:1332-6.

45- Pujol I, Aguilar C, Gene J, Guarro J. In vitro antigungal susceptibility of Alternaria spp. and Ulocladium spp. J Antimicrob Chemother 2000;46:357.

46- Guarro J, Gene J, Stchigel AM. Developments in fungal taxonomy. Clin Microbiol Rev 1999;12:454-500.

47- Aguilar C, Pujol I, Guarro J. In vitro antifungal susceptibilities of Scopulariopsis isolates. Antimicrob Agents Chemother 1999;43:1520-2.

48- Ortoneda M, Pastor FJ, Mayayo E, Guarro J. Comparation of the virulence of Scedosporium prolificans strain from different origins in a murine model. J Med Microbiol 2002;51:924-8.

49- Fernandez-Torres B, Mayayo E, Boronat J, Guarro J. Subcutaneous infection by Microsporum gypseum. Brit J Dermatol 2002;146:311-3.

50- Guarro J, Cano J, Tapiol J, Aguilar C, Mayayo E. Microsphaeropsis olivacea as an etiological agent of human skin infection. Med Mycol 1999;37:133-7.

51- Cano J, Guarro J, Mayayo E, Fernandez-Ballart J. Experimental infection with Scedosporium inflatum. J Med Vet Mycol 1992;30:413-20.

52- Capilla J, Yustes C, Mayayo E, Fernandez B, Ortoneda M, Pastor FJ, Guarro J. Efficacy of Albaconazole (UR-9825) in treatment of disseminated Scedosporium prolificans infection in rabbits. Antimicrob Agents Chemother. 2003;47:1948-51.

53- Ortoneda M, Capilla J, Pujol I, Pastor FJ, Mayayo E, Fernandez-Ballart J, Guarro J. Liposomal amphotericin B and granulocyte colony stimulating factor theraphy in a murine model of invasive infection by Scedosporium prolificans. J Antimicrob Chemother 2002; 49:525-9.

54- Guarro J, Pujol I, Mayayo E. In vitro and in vivo experimental activities of antifungal agents againts Fusarium solani. Antimicrob Agents Chemother. 1999;35:245-7.

55- Mayayo E, Guarro J, Pujol I. Endogenous endophthalmitis by Fusarium solani: an animal experimental model. Med Mycol 1998;36:249-53.

56- Aguilar C, Pujol I, Sala J, Guarro J. Antifungal susceptibilities of Paecilomyces species. Antimicrob Agents Chemother 1998;42:1601-4.

57- Mayayo E, Vidal F, Alvira R, Gonzalez J, Richart C. Pneumocystis carinii in cerebral abscesses in a patient with AIDS. Lancet 1990;336:227.

58- Watts JC, Chandler FW. Morphologic identification of mycelial pathogens in tissue sections. A caveat. Am J Clin Pathol 1998;109:1-2.

59- Watts JC, Chandler FW. The surgical pathologist's role in the diagnosis of infectious

diseases. J Histotechnol 1995;18:191-3.

60- Schwartz J. The diagnosis of deep mycoses by morphologic methods. Hum Pathol 1982;13:519-33.

Arriba

--------------------------------------------------------------------------------